ID:
85318
Tipo Insegnamento:
Obbligatorio
Durata (ore):
48
CFU:
6
SSD:
BIOLOGIA MOLECOLARE
Url:
BIOLOGIA MOLECOLARE GENOMICA E BIODIVERSITÀ/COMUNE Anno: 1
Anno:
2024
Dati Generali
Periodo di attività
Primo Semestre (16/09/2024 - 20/12/2024)
Syllabus
Obiettivi Formativi
L’insegnamento di Metodologie per la Ricerca in Biologia Molecolare e Organismi Modello ha l'obiettivo fornire alle studentesse e agli studenti conoscenze approfondite relative alle tecniche e metodologie di base per lo studio ed analisi a diversi livelli del flusso dell’informazione genica, dagli acidi nucleici alle proteine, con particolare riferimento agli approcci applicativi e traslazionali e di come lo studio di organismi modello procarioti ed eucarioti hanno permesso di acquisire nuove conoscenze nel campo della biologia. Lo studente è altresì guidato per comprendere come le conoscenze di base possono essere utilizzate per investigare acidi nucleici e proteine così come le loro caratteristiche ed interazioni. Verranno infatti forniti gli strumenti concettuali e pratici per il disegno di molecole ricombinanti mediante la manipolazione degli acidi nucleici, in un’ottica volta alla sperimentazione in vitro, ex-vivo e in vivo, con particolare riferimento alla strategia per la scelta dell’organismo modello per lo studio di specifiche problematiche biologiche.
Le principali conoscenze acquisite saranno:
- le tecniche di base per lo studio di acidi nucleici e proteine;
- gli elementi di base per costruire un vettore ricombinante;
- le strategie per studiare l’effetto di mutazioni sul flusso dell’informazione genica;
- i metodi per la produzione di proteine di fusione;
- le caratteristiche biologiche dei principali organismi modello;
- le ragioni dell’utilizzo di particolari organismi modello;
- le strategie di manipolazione genetica per la produzione di organismi modello
- gli elementi di base, legislativi e non, per un uso etico e responsabile di organismi modello animali.
- la corretta terminologia scientifica;
Le principali abilità acquisite (ossia la capacità di applicare le conoscenze) saranno:
- riconoscere quale/i metodo/i utilizzare per studiare acidi nucleici e proteine;
- valutare le strategie da impiegare per disegnare vettori ricombinanti;
- riconoscere le caratteristiche utili a creare vettori per la produzione di proteine ricombinanti;
- valutare il possibile impatto di mutazioni geniche;
- riconoscere le strategie per creare proteine di fusione a scopo di ricerca o terapeutico;
- riconoscere le principali strategie di riferimento per produrre organismi geneticamente modificati;
- utilizzare le conoscenze sulle tecniche per lo studio di acidi nucleici e proteine per disegnare un esperimento in ricerca;
- utilizzare organismi modello per lo studio di problematiche biologiche;
- valutare l’impiego complementare della sperimentazione in vitro e in vivo.
Le principali conoscenze acquisite saranno:
- le tecniche di base per lo studio di acidi nucleici e proteine;
- gli elementi di base per costruire un vettore ricombinante;
- le strategie per studiare l’effetto di mutazioni sul flusso dell’informazione genica;
- i metodi per la produzione di proteine di fusione;
- le caratteristiche biologiche dei principali organismi modello;
- le ragioni dell’utilizzo di particolari organismi modello;
- le strategie di manipolazione genetica per la produzione di organismi modello
- gli elementi di base, legislativi e non, per un uso etico e responsabile di organismi modello animali.
- la corretta terminologia scientifica;
Le principali abilità acquisite (ossia la capacità di applicare le conoscenze) saranno:
- riconoscere quale/i metodo/i utilizzare per studiare acidi nucleici e proteine;
- valutare le strategie da impiegare per disegnare vettori ricombinanti;
- riconoscere le caratteristiche utili a creare vettori per la produzione di proteine ricombinanti;
- valutare il possibile impatto di mutazioni geniche;
- riconoscere le strategie per creare proteine di fusione a scopo di ricerca o terapeutico;
- riconoscere le principali strategie di riferimento per produrre organismi geneticamente modificati;
- utilizzare le conoscenze sulle tecniche per lo studio di acidi nucleici e proteine per disegnare un esperimento in ricerca;
- utilizzare organismi modello per lo studio di problematiche biologiche;
- valutare l’impiego complementare della sperimentazione in vitro e in vivo.
Prerequisiti
Non sono previste propedeuticità.
Tuttavia, sono fortemente raccomandate solide basi di Biochimica, Biologia Molecolare e cellulare, Biologia animale e vegetale al fine di raggiungere una comprensione globale ed approfondita del programma proposto.
Tuttavia, sono fortemente raccomandate solide basi di Biochimica, Biologia Molecolare e cellulare, Biologia animale e vegetale al fine di raggiungere una comprensione globale ed approfondita del programma proposto.
Metodi didattici
L’insegnamento è strutturato in lezioni teoriche frontali con esposizione degli argomenti mediante diapositive preparate su Power Point e, come supporto per favorire una maggiore interazione e dinamicità, l’utilizzo della lavagna classica. Le varie metodologie verranno affrontate anche mediante l’analisi di dati sperimentali da articoli scientifici di riferimento.
Nei testi consigliati non sono trattati tutti gli argomenti dell’insegnamento e risulta pertanto vivamente consigliata la partecipazione alle lezioni.
L’insegnamento è stato progettato per comprendere le basi concettuali delle diverse metodologie affrontate così come la loro applicazione nell’ambito della ricerca. Gli studenti sono anche incoraggiati a sviluppare il proprio pensiero critico e alla partecipazione attiva alle lezioni. A questo proposito, la parte di esercitazione in laboratorio consentirà di vedere applicate alcune delle metodologie di riferimento affrontate a lezione.
L’insegnamento viene tenuto dal titolare in collaborazione con i Prof.ri Giovanni Bernacchia e Cristiano Bertolucci.
Nei testi consigliati non sono trattati tutti gli argomenti dell’insegnamento e risulta pertanto vivamente consigliata la partecipazione alle lezioni.
L’insegnamento è stato progettato per comprendere le basi concettuali delle diverse metodologie affrontate così come la loro applicazione nell’ambito della ricerca. Gli studenti sono anche incoraggiati a sviluppare il proprio pensiero critico e alla partecipazione attiva alle lezioni. A questo proposito, la parte di esercitazione in laboratorio consentirà di vedere applicate alcune delle metodologie di riferimento affrontate a lezione.
L’insegnamento viene tenuto dal titolare in collaborazione con i Prof.ri Giovanni Bernacchia e Cristiano Bertolucci.
Verifica Apprendimento
L’esame verterà sulla conoscenza dei temi affrontati nel corso dell’insegnamento, sulle diverse metodologie e sulle loro applicazioni. L’obiettivo della prova d’esame consiste nel verificare il livello di conoscenza degli argomenti trattati, le competenze acquisite e la capacità di ragionamento sviluppata dallo studente. La prova inoltre permetterà agli studenti di dimostrare le capacità di collegare più conoscenze e competenze acquisite. Le risposte alle domande aperte vengono giudicate sia per il contenuto sia per il linguaggio scientifico appropriato.
La valutazione avverrà tramite esame scritto con 4 domande a risposta aperta e 13 domande a risposta chiusa a scelta multipla. I 4 quesiti a risposta aperta verteranno su argomenti teorici ed eventuali quadri sperimentali da commentare. Ogni domanda a risposta aperta ha un punteggio compreso tra 0 e 5 punti. Alla risposta corretta di ogni domanda a risposta chiusa verrà assegnato un (1) punto, alla risposta sbagliata o non data verranno assegnati zero (0) punti. Il tempo a disposizione sarà di 90 minuti. La valutazione è espressa in trentesimi (voto minimo 18/30, voto massimo 30 e lode). Per ottenere la lode lo studente deve totalizzare almeno 32 punti. Per le studentesse e gli studenti con Disturbo Specifico di Apprendimento (DSA) verrà
concordata singolarmente la modalità e la durata di svolgimento della prova.
La valutazione avverrà tramite esame scritto con 4 domande a risposta aperta e 13 domande a risposta chiusa a scelta multipla. I 4 quesiti a risposta aperta verteranno su argomenti teorici ed eventuali quadri sperimentali da commentare. Ogni domanda a risposta aperta ha un punteggio compreso tra 0 e 5 punti. Alla risposta corretta di ogni domanda a risposta chiusa verrà assegnato un (1) punto, alla risposta sbagliata o non data verranno assegnati zero (0) punti. Il tempo a disposizione sarà di 90 minuti. La valutazione è espressa in trentesimi (voto minimo 18/30, voto massimo 30 e lode). Per ottenere la lode lo studente deve totalizzare almeno 32 punti. Per le studentesse e gli studenti con Disturbo Specifico di Apprendimento (DSA) verrà
concordata singolarmente la modalità e la durata di svolgimento della prova.
Testi
Materiale didattico, schemi e figure eventualmente forniti dal docente. Durante lo svolgimento delle lezioni, agli studenti saranno indicati i riferimenti bibliografici relativi ad articoli scientifici e/o reviews riguardanti gli argomenti trattati.
Gli argomenti principali possono essere trovati nei seguenti libri di testo:
- Biotecnologie Molecolari. Principi e tecniche. Autore: Brown. Zanichelli.
- Tecniche e metodi per la biologia molecolare. Amaldi, Benedetti, Pesole, Plevani. Casa Editrice Ambrosiana.
- Biochimica e biologia molecolare delle piante. Buchanan, Gruissem, Jones. Zanichelli.
Gli argomenti principali possono essere trovati nei seguenti libri di testo:
- Biotecnologie Molecolari. Principi e tecniche. Autore: Brown. Zanichelli.
- Tecniche e metodi per la biologia molecolare. Amaldi, Benedetti, Pesole, Plevani. Casa Editrice Ambrosiana.
- Biochimica e biologia molecolare delle piante. Buchanan, Gruissem, Jones. Zanichelli.
Contenuti
L’insegnamento prevede 40 ore di lezioni frontali teoriche (5 CFU) e 8 ore di lezioni pratiche (1 CFU), relative ai seguenti argomenti principali con l’obiettivo di descrivere metodologie di base e avanzate per la manipolazione e lo studio degli acidi nucleici, la produzione ed espressione di proteine ricombinanti e lo studio delle interazioni tra macromolecole, fino ad approcci di ingegneria proteica. Lo studio delle metodiche in vitro sarà seguito dalla descrizione delle metodologie per lo studio dei principali organismi modello in vivo, incluse le strategie per la generazione di modelli animali transgenici.
1) PARTE TEORICA (5 CFU)
- METODOLOGIE PER LA MANIPOLAZIONE E LO STUDIO DEGLI ACIDI NUCLEICI: PCR, elettroforesi su gel di agaroso, enzimi di restrizione, vettori e clonaggio, T/A cloning. Metodi per modificare sequenze di DNA e/o introdurre mutazioni: overlap extension PCR, inverted PCR, mutagenesi sito-specifica. Sequenziamento secondo metodo Sanger.
- METODOLOGIE AVANZATE I: TOPO cloning, clonaggio Gateway, Golden Gate Assembly, gene silencing, cenni sui principali sistemi di genome editing.
- METODOLOGIE PER LO STUDIO DELL’ESPRESSIONE GENICA E INTERAZIONI TRA MACROMOLECOLE: Espressione transiente e stabile di proteine ricombinanti, geni reporter e tag proteici, strategia dei minigeni per lo studio dello splicing, RT-PCR, two-hybrid system, SDS-PAGE, Western blotting, ELISA, biosensore.
- METODOLOGIE AVANZATE II: Produzione di anticorpi monoclonali e policlonali, cenni su anticorpi bispecifici, principi e approcci di ingegneria proteica, proteine di fusione per ricerca e a scopo terapeutico.
- ORGANISMI MODELLO NELLO STUDIO DEI MECCANISMI BIOLOGICI DI BASE. Introduzione ai principali concetti sulla sperimentazione animale con riferimenti alla legislazione vigente e ai principi delle 3R. Introduzione ad alcuni degli organismi modello più usati nella ricerca contemporanea, quali il nematode Caenorhabditis elegans, l’insetto Drosophila, il pesce Danio rerio e altri teleostei comunemente usati per ricerca, l’anfibio Xenopus laevis, l’uccello Gallus gallus, i mammiferi Mus musculus e Rattus norvegicus e le piante Arabidopsis thaliana, riso, mais e frumento. Per ciascun organismo verranno presentati: il ciclo vitale e le caratteristiche per le quali viene usato come organismo modello, i principali strumenti genetici e molecolari a disposizione e le principali applicazioni nella ricerca contemporanea. Verranno inoltre descritte le tecniche di studio e manipolazione genetica delle specie di interesse, studio della regolazione dell'espressione genica durante lo sviluppo.
2) PARTE DI ESERCITAZIONE IN LABORATORIO (1 CFU)
Le esercitazioni saranno focalizzate su tecniche di clonaggio per produrre una proteina di fusione, la cui espressione/funzione verrà successivamente valutata mediante saggi con anticorpi specifici e funzionali.
Il contenuto specifico dell’insegnamento, in particolare sulla parte delle metodologie più avanzate, potrebbe subire modifiche ed aggiornamenti dato la rapida evoluzione delle metodiche affrontate.
1) PARTE TEORICA (5 CFU)
- METODOLOGIE PER LA MANIPOLAZIONE E LO STUDIO DEGLI ACIDI NUCLEICI: PCR, elettroforesi su gel di agaroso, enzimi di restrizione, vettori e clonaggio, T/A cloning. Metodi per modificare sequenze di DNA e/o introdurre mutazioni: overlap extension PCR, inverted PCR, mutagenesi sito-specifica. Sequenziamento secondo metodo Sanger.
- METODOLOGIE AVANZATE I: TOPO cloning, clonaggio Gateway, Golden Gate Assembly, gene silencing, cenni sui principali sistemi di genome editing.
- METODOLOGIE PER LO STUDIO DELL’ESPRESSIONE GENICA E INTERAZIONI TRA MACROMOLECOLE: Espressione transiente e stabile di proteine ricombinanti, geni reporter e tag proteici, strategia dei minigeni per lo studio dello splicing, RT-PCR, two-hybrid system, SDS-PAGE, Western blotting, ELISA, biosensore.
- METODOLOGIE AVANZATE II: Produzione di anticorpi monoclonali e policlonali, cenni su anticorpi bispecifici, principi e approcci di ingegneria proteica, proteine di fusione per ricerca e a scopo terapeutico.
- ORGANISMI MODELLO NELLO STUDIO DEI MECCANISMI BIOLOGICI DI BASE. Introduzione ai principali concetti sulla sperimentazione animale con riferimenti alla legislazione vigente e ai principi delle 3R. Introduzione ad alcuni degli organismi modello più usati nella ricerca contemporanea, quali il nematode Caenorhabditis elegans, l’insetto Drosophila, il pesce Danio rerio e altri teleostei comunemente usati per ricerca, l’anfibio Xenopus laevis, l’uccello Gallus gallus, i mammiferi Mus musculus e Rattus norvegicus e le piante Arabidopsis thaliana, riso, mais e frumento. Per ciascun organismo verranno presentati: il ciclo vitale e le caratteristiche per le quali viene usato come organismo modello, i principali strumenti genetici e molecolari a disposizione e le principali applicazioni nella ricerca contemporanea. Verranno inoltre descritte le tecniche di studio e manipolazione genetica delle specie di interesse, studio della regolazione dell'espressione genica durante lo sviluppo.
2) PARTE DI ESERCITAZIONE IN LABORATORIO (1 CFU)
Le esercitazioni saranno focalizzate su tecniche di clonaggio per produrre una proteina di fusione, la cui espressione/funzione verrà successivamente valutata mediante saggi con anticorpi specifici e funzionali.
Il contenuto specifico dell’insegnamento, in particolare sulla parte delle metodologie più avanzate, potrebbe subire modifiche ed aggiornamenti dato la rapida evoluzione delle metodiche affrontate.
Lingua Insegnamento
ITALIANO
Corsi
Corsi
BIOLOGIA MOLECOLARE GENOMICA E BIODIVERSITÀ
Laurea Magistrale
2 anni
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Docenti di ruolo di Ia fascia
Docenti di ruolo di IIa fascia
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